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然而，刘易斯·蒂尔尼（LewisTilney）与基思·波特（KeithPorter）发现，将一种称为放线菌的原生动物冷却到大约4℃时，所有依赖微管的细胞延伸运动都会因为微管解体而崩溃，而在室温下放置几分钟后，微管又会重新形成。
直到20世纪80年代，蒂姆·米奇森（TimMit）发现微管可以在几秒钟内发生解体并重新形成，这一过程被称为“动态不稳定性”
。
至此，微管的动态特性才为人们所了解。
除上述功能外，微管也参与了有丝分裂纺锤体框架的形成过程，通过纺锤体的作用，染色体在细胞分裂时被均分至子细胞中（详见第4章）。
研究者将分裂中的细胞暴露于秋水仙碱中，由于秋水仙碱可与微管蛋白结合，阻止其相互聚合形成原丝，从而有效抑制有丝分裂纺锤体的形成，引起细胞分裂的“冻结”
，这样便可实现染色体的分析。
秋水仙碱是秋水仙提取物中的活性成分，古埃及人曾利用这一植物治疗关节炎。
此外，我们还可以通过抑制细胞质微管的分解来抑制有丝分裂纺锤体的重新形成。
提取自太平洋紫杉树皮的紫杉醇便能达到这样的效果，它已成为一种治疗癌症的有效药物。
由于剥去树皮会导致树木死亡，人们对紫杉树皮的需求几乎使得美国境内的太平洋紫杉遭受灭顶之灾。
但幸运的是，目前人们已掌握了化学合成紫杉醇的技术。
由于癌细胞分裂速度较快，几乎所有可以干扰微管与纺锤体形成的物质都是潜在的癌症治疗药物。
成纤维细胞是微管功能研究的首选细胞，存在于关节、韧带、肌腱等结缔组织中。
人工培养的成纤维细胞呈长而扁平的形状，可在培养皿表面移动，具有宽的前缘与窄的后缘（如图3c所示）。
与之相反，人工培养的上皮细胞仍保持着扁平与多边形的形状特点（如图3b所示）。
在所有人工培养的细胞中，细胞质微管从靠近细胞核的中心体处向外辐射。
中心体作为微管的组织中心，可以控制微管的量与分布情况。
中心体由中心粒构成，这些中心粒与鞭毛或纤毛基部的基底体具有相同的结构。
中心粒以成对的形式出现，彼此呈直角。
在细胞分裂早期，它们将分离并迁移至细胞的两端，进而组织搭建形成有丝分裂纺锤体的微管。
体外细胞培养是一个相对简短的技术步骤，包括在培养瓶中培养细胞、为细胞提供合适的环境（37℃的培养箱）以及将培养瓶放置于显微镜载物台上以便进行活细胞功能观察等。
由于活细胞基本呈透明状，如果缺乏相差显微镜等光学设备的帮助，我们将很难看到细胞中的诸多细节。
通过相差显微系统，细胞成分中折射特性的微小差异便可以转化为亮与暗的区域。
因为这一重大进展，弗里茨·泽尼克（FritsZernicke）于1953年获得了诺贝尔奖。
如今，通过将目的基因与绿色荧光蛋白（GFP，专有名称为水母光蛋白）相结合的方式，几乎所有蛋白均可被“标记”
上荧光（当被紫外光照射时便可发光）。
GFP最初从一个“夜光”
水母中提取获得，通过改变其氨基酸序列，荧光性质也随之发生改变，呈现出蓝色、橙色、黄色与红色荧光，这样便可以在同一个活细胞中同时追踪几种不同的蛋白信号。
除此之外，低光照相机也可以在一个细胞中捕获到几个分子的信号，同时还具有激光照射、计算机成像与分析功能，并可以对活细胞进行观察。
这些新兴的技术为研究者们提供了几年前无法想象的海量信息。
如今，我们可以在光学显微镜下观察特定的活细胞，然后在毫秒内将其“快速冻结”
，并进一步利用电子显微镜观察。
一种被称为量子点的微探针既可发出荧光（可以用于光学显微镜），又具有电子致密的特点（可以用于电子显微镜），因此，利用微探针便可以对同一个分子进行标记，进而通过光学显微镜与电子显微镜两种技术进行观察。
利用相差显微镜对大多数活细胞进行初步观察，可能会让一些外行人大失所望，因为在镜下看起来似乎没有什么特别的事情发生。
单细胞生命体可以在鞭毛或纤毛的驱动下四处游动，而阿米巴原虫也可以缓慢爬行。
对于培养中的细胞，科普节目中所展示的细胞活动视频必然是通过间歇性拍摄法得到的，即以几秒钟的时间间隔拍摄出单幅图像，然后再进行加速播放。
原本细胞将花费一小时时间进行分裂，而在拍摄时，我们每隔10秒才拍摄一张图片，最后再以每秒25帧的方式播放图像，这可以将整个细胞分裂的过程压缩到10秒以内，使图像看起来更加动态。
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